从前人的研究得知，基因型是影响小麦组培再生的关键因素，不同基因型的小麦再生能力差别很大[8-9]。成熟胚再生能力不如幼胚高效[10-12]，限于小麦的生长周期长，对于幼胚来说，取材不便且保存期短[13]等诸多问题为研究带来诸多不便；而目前，有很多关于小麦再生中分化培养基优化的研究报道[11-12,14-16]，但这些研究都只涉及几个基因型或几种不同激素配比的分化培养基，其实用性及通用性还需要在实践中用更多的品种进行试验验证。利用幼胚或成熟胚作为外植体进行再生培养，效果差别很大，而且对于不同品种不具有广适性。

植物体细胞胚的概念起源于1902年Haberlandt提出的植物细胞全能性，即每个细胞都有发育成完整植株的潜力。把它运用到珍稀树种和特色植物的培育上，可实现体细胞工程育苗的产业化[17]。体胚再生经常被用于种资保存和建立高效的转化体系[18]。徐克东等以茄科植物龙葵（Solanumnigrum）的叶、根和茎为外植体，在添加2，4-D和TDZ的MS培养基上，高效诱导了其体细胞胚胎发生，提出了一个类蛙卵胚（FELB）的新概念，且使诱导出的体胚发育成完整植株[19]。利用该方法建立的遗传转化体系具有再生效率高、周期短、操作简便、易于工业化悬浮培养和幼苗生产等优点。已经在多种植物中成功诱导FELB，发现该方法普适性广、不具有小种特异性等特点。本研究拟选用近年来黄淮麦区推广的周麦18和周黑麦品种为实验材料，根作为外植体，对其进行体细胞胚胎SE（Somaticembryos，简称体胚）的诱导，建立小麦再生体系，为小麦的分子育种工作提供转化平台，解决目前分子育种的广适性、基因型的差异性和转化时间长等问题。

1.材料与方法

1.1材料

本试验所用的小麦种子周18（Z18）和周黑麦（ZHM）由周口师范学院植物遗传与分子育种重点实验室保存。

1.2培养基

1.2.1体胚诱导培养基

体胚诱导培养基是在LS的基础上，添加不同浓度梯度的NAA与2,4-D（0mg/L、0.5mg/L、1.0mg/L、1.5mg/L、2mg/L、2.5mg/L、5mg/L、7.5mg/L）和NaCl（5.85mg/L），加入30g/L蔗糖，7.8g/L琼脂粉并调整pH5.8。

1.2.2胚萌诱导培养基

我们采取四种方案进行体胚的催萌。

表1胚萌诱导方案

方案一 方案二 方案三 方案四

1/2MS+TDZ（0mg/L、5.0mg/L、10mg/L、15mg/L和20mg/L）+30.0g/L蔗糖+7.8g/L琼脂粉，pH5.8 1/2MS+5.0mg/LBAP+0.1mg/LGA3+30.0g/L蔗糖+7.8g/L琼脂粉，pH5.8 LS+ZT（0mg/L、1.5mg/L和2mg/L）+30.0g/L蔗糖+7.8g/L琼脂粉，pH5.8 LS+KT（0mg/L、1.5mg/L和2mg/L）+30.0g/L蔗糖+7.8g/L琼脂粉，pH5.8

1.3试剂

醋酸洋红染液：取45mL冰醋酸，加蒸馏水55mL，煮沸后徐徐加入洋红1g，搅拌均匀后加入1颗铁锈钉，煮沸10min，冷却后过滤，贮存在棕色瓶内。

0.1%伊文斯蓝染液：取0.1gEB（伊文斯蓝）粉末加入1×PBS（0.01M）溶解，最后定容至100mL即可。

固定液：4%多聚甲醛溶解于100mL磷酸缓冲溶液(PBS)，pH值7.2。

1.4试验方法

1.4.1小麦无菌组培苗的培养

将选取小麦种子（籽粒饱满，均匀），先经75%无水乙醇进行表面消毒30s-1min，无菌水冲洗3次；1%HgCl2消毒7min，无菌水冲洗7-8次。无菌条件下，用灭过菌的竹签将种子播于MS固体培养基[20]上，每瓶约3-4粒种子，放置在培养架上先进行暗处理，等到胚芽萌发，再拿到光照下继续培养，大约一周左右获得无菌苗。

1.4.2外植体选择

将培养9-10d左右小麦无菌苗的根部于无菌水中切成根长约1.5cm的小段。于无菌吸水纸上吸去多余水分，备用。

1.4.3胚性愈伤组织的诱导培养

将外植体（根），分别放置于含有不同浓度2,4-D和NAA的LS固体培养基及2,4-D+NaCl的表面。然后于25℃条件下进行黑暗处理，约15d后，培养基上的外植体出现透明的液态愈伤，4-5周后在愈伤中形成了乳白色半透明的类蛙卵状体胚。